| 適用范圍 | 試劑 |
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| 使用方法 | 1. 試劑配制： 完全誘導培養基B：2-8℃過夜融化成脂誘導添加物B，使用前須37℃復溫30分鐘至內容物充分解凍為透明無沉淀。將人間充質干細胞成脂誘導基礎培養基平均分成2份，各45ml，加入成脂誘導添加物B配制成完全誘導培養基B，充分混勻。 完全誘導培養基C：2-8℃過夜融化成脂誘導添加物C，加入人間充質干細胞成脂誘導基礎培養基的另一份45 ml，配制成完全誘導培養基C，充分混勻，2-8 ℃保存。 油紅O染液（工作液）：取油紅O儲液，與蒸餾水以3：2的比例混合均勻，中性濾紙過濾，即配制成了油紅O染液（工作液），油紅O染色工作液現配現用。 2. 培養皿處理：加適量室溫復溫的包被溶液到培養器皿中，輕輕搖動使其覆蓋整個培養器皿底面，室溫靜置30-60分鐘。棄去溶液，室溫晾干。 3. 準備所需誘導分化的MSC，當細胞融合達85%左右時，用消化液消化細胞，并用MSC完全培養基重懸。 4. 按照3×104 cells/cm2的密度將細胞接種于已包被處理的六孔板中，每孔MSC完全培養基（需自備）2 ml，37℃、5%CO2培養箱中培養（細胞密度可根據實驗室情況進行調整）。 5. 當細胞融合達90%時，棄去培養上清，每孔添加完全誘導培養基B 2 ml/孔，37℃，5%CO2培養箱培養。 6. 誘導培養72小時后棄去原培養上清，添加完全誘導培養基C 2 ml/孔，37℃、5%CO2培養箱繼續培養。 7. 繼續誘導培養24小時后棄去原培養基，添加完全誘導培養基B 2 ml/孔，37℃、5%CO2培養箱繼續培養。 8. 重復步驟6、7約3-5次，待細胞內出現明顯脂滴時更換為完全誘導培養基C繼續培養（一般骨髓間充質干細胞在培養4天左右高倍鏡下能看到細胞漿內有較多數量的圓形亮泡，5-9天融合為較大的亮泡，這些結構圍繞在細胞核周圍，較大的與細胞核大小相當。狀態較好的細胞10天內可結束培養過程，若10天后仍未見脂滴結構，請注意分析操作步驟與其他原因。臍帶等組織來源的細胞時間可能不同，需根據具體情況判斷）。 9. 每2天更換新鮮完全誘導培養基C，繼續培養至脂滴足夠大時培養結束（根據實驗需要選擇培養結束時間，若成脂面積過大或脂滴過大導致連成片則不利于結果的呈現，建議提前終止。誘導終止時間以脂滴大小或擬定的對照時間為準，一般最長不超過40天）。 10. 誘導培養結束時，棄去培養上清，DPBS洗細胞兩次，4%中性多聚甲醛溶液2ml/孔室溫固定細胞20分鐘（培養結束時或中途也可以選擇其他檢測方法，如基因表達檢測等）。 11. 棄去固定液，DPBS洗2次，加入油紅O染液（工作液）1ml/孔染色15分鐘。該步驟適用于鑒定成脂能力，若出現脂滴（脂肪細胞）則會呈現紅色著色。染色時間需實際情況確定。 12. 棄去油紅O染液（工作液），DPBS洗3次，添加新鮮DPBS。 13. 顯微鏡下觀察并拍照。 14. 結果判定：按照程序操作完畢，低倍鏡下觀察可見大面積紅色著色點，20倍和40倍鏡下可觀察到紅色球形在細胞內的情況，此紅色著色球為脂滴，說明實驗所用的MSC具有成脂能力。否則，所使用的MSC無成脂能力。 |
| 注意事項 | 1. 成脂誘導后細胞易脫壁，換液時完全培養基必須經室溫復溫 30 分鐘。添加培養基時動作要輕柔，沿培養器皿側壁緩緩加入，避免吹起細胞。 2. 細胞起始誘導時，融合度對誘導效果十分關鍵，必須確保細胞生長至足夠密時再進行誘導。 3. 換液時誘導液必須經過復溫，否則影響誘導效果和可能導致細胞脫壁。 4. 染色工作液現配現用。 5. 染色過程中一定要避免組織細胞被風干，風干會影響顯微觀察效果。 6. 如果試劑外包裝管出現裂縫，應立即停止使用。 7. 應嚴格按照貯存要求貯存，避免反復凍融。 8. 操作過程應在無菌環境下進行，必須保證操作過程中使用的所有容器及所有直接接觸細胞液的器具嚴格無菌。 |
| 聲明 | 僅用于科研使用，不能用于臨床診斷和治療。 |
| 保存條件 |
